Avis relatif aux méthodes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons à utiliser dans le domaine de la surveillance de l’état écologique et chimique des eaux de surface

Date de signature :11/05/2022 Statut du texte :En vigueur
Date de publication :11/05/2022 Emetteur :Ministère de la transition écologique
Consolidée le : Source :JO du 11 mai 2022
Date d'entrée en vigueur :12/05/2022
Avis relatif aux méthodes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons à utiliser dans le domaine de la surveillance de l’état écologique et chimique des eaux de surface

NOR : TREL2201737V


Pour l’application de l’arrêté du 25 janvier 2010 modifié établissant le programme de surveillance de l’état des eaux en application de l’article R. 212-22 du code de l’environnement, et conformément à ses articles 4 et 7 et son annexe IV, les méthodes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons à utiliser sont les suivantes :

1. Pour les cours d’eau

1.1. Eléments biologiques

1.1.1. Phytoplancton

1.1.1.1. Méthode ou principes applicables en métropole

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthodes ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.1.2. Méthode ou principes applicables en Guyane

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthodes ou principes de traitement et d’analyse des échantillons :
norme NF EN 15204 Décembre 2006. Qualité de l’eau - Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ;
l’application de cette norme doit être complétée par la mise en œuvre des prescriptions du mode opératoire détaillées dans le chapitre « 5 - analyse du phytoplancton » du protocole standardisé d’échantillonnage, de conservation, d’observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d’eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d’eau (version 3.3.1) (cf. paragraphe 2.1.1.).

1.1.2. Phytobenthos : diatomées

1.1.2.1. Méthodes ou principes applicables en métropole Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.2.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.2.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.2.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.2.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.3. Macrophytes : angiospermes, bryophytes ptéridophytes et macro-algues

La définition du protocole est uniquement applicable en métropole. Cet élément de qualité biologique est jugé non pertinent pour les DOM.

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.4. Faune benthique invertébrée

1.1.4.1 Méthodes ou principes applicables en métropole

Cas des cours d’eau peu profonds

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : Cas des cours d’eau profonds

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : Analyse d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau, canaux et plans d’eau. Cas des canaux

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : Analyse d’échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d’eau, canaux et plans d’eau. 1.1.4.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.4.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.4.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte

Méthodes ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.4.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane

Méthode ou principe d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.5. Ichtyofaune (et macro-crustacés pour les DOM insulaires)

1.1.5.1 Méthodes ou principes applicables en métropole

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthodes ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.5.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et Martinique

Dans l’attente de la définition d’un nouvel indice de bioindication de la qualité de l’eau propre aux cours d’eau antillais à partir des poissons et des macro-crustacés, les protocoles d’échantillonnage et d’analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux aux cas antillais.

Méthode ou principes d’échantillonnage recommandés : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.5.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.5.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte

Dans l’attente de la définition d’un indice de bioindication de la qualité de l’eau propre aux cours d’eau mahorais à partir des poissons, les protocoles d’échantillonnage et d’analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux au cas mahorais.

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 1.1.5.6. Méthodes ou principes applicables en Guyane (poissons uniquement) 1.2. Eléments physico-chimiques et chimiques

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :

Pour tous les paramètres, conformément au guide pour la demande de prestation d’échantillonnage et d’analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la transition écologique et solidaire, dans sa version la plus récente.

En cas d’absence d’information sur une matrice ou des paramètres donnés, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s’appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d’Aquaref dans sa version la plus récente.

1.3. Eléments hydromorphologiques

1.3.1. Régime hydrologique

La surveillance peut être initiée en s’appuyant sur le référentiel de mesure des débits suivants : D’autres outils peuvent permettre de comprendre les régimes hydrologiques non influencés de certains sites où il n’existe pas de mesures : Des mises à jours régulières de la plateforme sont envisagées afin d’y intégrer les données les plus récentes.

1.3.2. Continuité de la rivière

La surveillance peut être initiée en s’appuyant sur l’exploitation du référentiel des obstacles à l’écoulement (ROE) et des recueils d’informations sur la continuité écologique (ICE), qui portent sur la continuité de l’ichtyofaune et de la carcinofaune à la montaison au niveau de chaque obstacle.

Le ROE permet de recenser les ouvrages faisant obstacles aux écoulements et de calculer des indicateurs de pressions liées à ces structures.

L’ICE permet d’évaluer les problématiques de montaison de l’ichtyofaune et de la carcinofaune par groupe d’espèces au niveau de chaque obstacle suivant des classes de franchissabilité comprises entre 0 et 1. S’agissant de la dévalaison, au regard de la complexité des mécanismes biologiques et de la nécessité de disposer d’une bonne connaissance de l’hydrologie du cours d’eau, aucune méthode d’évaluation par un indicateur n’existe. ICE se propose toutefois de recueillir les éléments caractéristiques de l’ouvrage, indispensables à la consolidation de l’expertise pour l’appréhension de ces impacts.

Guides de référence :

Pour le référentiel des obstacles à l’écoulement (ROE) Pour la méthode de recueil d’informations sur la continuité écologique (ICE) 1.3.3. Conditions morphologiques

La méthode de caractérisation de l’hydromorphologie des cours d’eau (CARHYCE) est mise en œuvre. Elle permet, par des mesures standardisées sur les cours d’eau, de reconstituer leurs morphologies, de calculer les paramètres de géométrie au jour d’acquisition et à plein bord mais aussi les paramètres relatifs à leur dynamique et à la diversité des formes du lit, ainsi que de caractériser les sédiments. Le traitement des informations collectées permet une estimation du niveau d’altération des paramètres de fonctionnement du cours d’eau au travers d’un indicateur morphologique global (IMG) issu des données CARHYCE auquel s’associent des indicateurs plus contextuels sur la structure de la ripisylve et de la granulométrie des sédiments (voir documents de référence ciaprès). A ce stade de développement du projet CARHYCE, le protocole ne s’applique que pour les cours d’eau prospectables à pied.

En complément de CARHYCE, pour les stations du réseau de contrôle opérationnel, le protocole d’Audit Rapide de l’Hydromorphologie des Cours d’Eau (AURAH-CE) peut être mis en œuvre, afin d’affiner le diagnostic (voir annexe X de l’arrêté du 25 janvier 2010 modifié établissant le programme de surveillance de l’état des eaux).

L’objet de ce protocole est de relever, de façon homogène, les pressions/altérations qui ne peuvent pas être détectées par l’analyse des grandes bases de données géographiques nationales (e.g., travaux de recalibrage ou de curage du lit mineur, présence de digues dans le lit majeur, présence de protections de berges, modification des successions naturelles de faciès d’écoulement, colmatage minéral du fond du lit, incision du lit mineur, …etc.). Le protocole est basé sur une prospection des stations à pied, il est donc conseillé de ne pas l’appliquer sur les rivières trop larges/profondes. L’échantillonnage doit se limiter aux cours d’eau de rang de Strahler 4 ou inférieur. Même au sein de ces rivières, le jugement du caractère prospectable ou non de la station est laissé aux opérateurs de terrain, notamment en fonction des conditions hydrologiques. Il n’est pas envisageable de prospecter l’intégralité des cours d’eau du territoire national à pied. La démarche AURAH-CE repose donc sur un échantillonnage de stations aléatoirement réparties sur le linéaire de masses d’eau. Les pressions/altérations recueillies peuvent ensuite être extrapolées régionalement en fonction du contexte naturel (Hydroécorégion, type de cours d’eau) et anthropique (occupation du sol par exemple).

Guides et rapports de référence :

Pour la méthode de caractérisation de l’hydromorphologie des cours d’eau (CARHYCE) 2. Pour les plans d’eau

2.1. Eléments biologiques

2.1.1. Phytoplancton Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principe de traitement et d’analyse des échantillons : 2.1.2. Macrophytes (angiospermes, macro-algues, bryophytes)

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons : Dedieu N., Verneaux V., 2019. Annexe technique : protocole test – Version 3 . Rapport relatif au développement d’un indice macro-invertébrés lacustres DCE français. université de Franche-Comté.

2.1.4. Ichtyofaune

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 2.1.5. Diatomées

Méthode ou principes d’échantillonnage : Méthode ou principes de traitement et d’analyse des échantillons : 2.1.6. Cas des outre-mer

En outre-mer, à ce stade des connaissances, seule la méthodologie d’échantillonnage du phytoplancton est transposable. La fréquence de suivi préconisée dans la méthodologie reste à consolider. La pertinence des autres éléments de qualité biologique et de leurs protocoles d’échantillonnage devra être précisée. L’OFB proposera (en lien avec le pôle recherche et développement Écosystèmes lacustres (Écla) OFB-INRAE-Université Savoie-MontBlanc ) une méthodologie d’acquisition de données afin de pouvoir qualifier le bon état ou le bon potentiel à dire d’expert.

2.2. Eléments physico-chimiques et chimiques

Méthode ou principes d’échantillonnage, de traitement et d’analyse des échantillons :

Pour tous les paramètres, conformément au guide pour la demande de prestation d’échantillonnage et d’analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la transition écologique, dans sa version la plus récente.

En cas d’absence d’information sur une matrice ou des paramètres donnés, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s’appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d’Aquaref dans sa version la plus récente.

2.3. Eléments hydromorphologiques

2.3.1. Régime hydrologique

A ce jour, il n’existe pas de méthodes standardisées pour la surveillance des paramètres hydrologiques des plans d’eau. Ces données sont globalement déficitaires, ce qui engendre une surveillance et une évaluation incomplète des paramètres hydromorphologiques. Pour les écosystèmes dotés d’une gestion hydraulique contrôlée, il est a minima nécessaire de rechercher les chroniques disponibles (sur le plan de gestion considéré) auprès des gestionnaires locaux, en particulier pour : Les données disponibles doivent être transmises sous format numérique au pôle recherche et développement Écosystèmes lacustres (Écla) OFB-INRAE-Université Savoie-Mont Blanc pour être bancarisées dans la base nationale plans d’eau.

2.3.2. Conditions morphologiques

Les protocoles développés et standardisés, à utiliser pour recueillir les données du contrôle de surveillance concernant les conditions morphologiques des plans d’eau sont listés ci-dessous. Ces méthodes sont applicables aux DOM. Norme XP T90-714 Août 2016 : Qualité de l’eau – Qualité des milieux – Caractérisation des altérations des berges de plans d’eau.

Guides de référence :
Reynaud et al., 2020. Protocole de recueil de données hydromorphologiques en plan d’eau. Rapport du pôle OFB-INRAE, 42 p. Norme XP T90-718 Août 2016 Qualité de l’eau – Qualité des milieux – Caractérisation des habitats des rives et du littoral des plans d’eau.

Guides de référence :
Reynaud et al., 2020. Protocole de recueil de données hydromorphologiques en plan d’eau. Rapport du pôle OFB-INRAE, 42 p. Guide de référence :
Alleaume et al., 2010. Bathymétrie des plans d’eau. Protocole d’échantillonnage et descripteurs morphométriques. Rapport du pôle ONEMA/CEMAGREF, 24 p. Guides de référence :
Mouget et al., 2018. Caractérisation des fonds lacustres par hydroacoustique : Une nouvelle méthode opérationnelle pour la surveillance environnementale. Cahier des Techniques de l’INRA, 92, 1-10. Mouget et al., 2017. Protocole d’utilisation du système RoxAnn© pour la classification des fonds lacustres. Rapport INRA/Pôle AFB-Irstea, 49 p.

3. Pour les eaux littorales (1)

3.1. Eléments biologiques

3.1.1. Phytoplancton

Protocole d’échantillonnage

Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et : Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à d’une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009). L’indicateur phytoplancton (EQB) est composé de 3 indices : Méthodes d’analyse :
Les paramètres mesurés sont la biomasse chlorophyllienne (chlorophylle-a), et l’identification et dénombrement des taxons de la fraction microphytoplanctonique et du nanophytoplancton colonial (flores totales et/ou indicatrices). Dans le cas des lagunes la cytométrie en flux permettra de dénombres le pico- et nanophytoplancton en quelques groupes fonctionnels.

La concentration en chlorophylle-a peut être déterminée après filtration et extraction à l’aide de 3 techniques : Les résultats sont exprimés en microgramme par litre d’eau brute.

Dans l’état d’avancement technologique actuel, les mesures de chlorophylle-a obtenues à l’aide de capteurs de fluorescence in vivo sont des mesures semi-quantitatives qui ne peuvent pas être interprétées avec la même grille de lecture que les mesures réalisées au laboratoire avec les méthodes décrites ci-dessus.

Par contre, dans la mesure où l’équivalence des résultats a été démontrée, il est possible d’utiliser les images satellites pour l’évaluation de la chlorophylle-a en masse d’eau côtière.

Abondances phytoplanctoniques :

L’identification et le dénombrement des cellules des fractions micro- et nanophytoplanctoniques (ces dernières en colonie) [flores totales et/ou indicatrices] sont effectués sous microscope inversé selon la méthode d’Uthermöhl (1958). Les procédures sont décrites dans la norme NF EN 15204 Décembre 2006. L’identification se fait au plus précis, espèce ou genre si possible, sinon à un niveau taxonomique supérieur (famille, voire classe). Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d’eau brute.

Par cytométrie de flux, c’est la méthode décrite par Sieburth et al. (1978) qui devra être utilisée. Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d’eau brute.

Références
Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins - Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin (http://envlit.ifremer.fr/var/envlit/storage/documents/dossiers/prelevementhydro/presentation.html).
Lampert, Luis. 2017. « Calcul d’un indice de composition phytoplanctonique pigmentaire pour les eaux guyanaises (DCE) », juin. http: //archimer.ifremer.fr/doc/00389/50040/.
Norme NF EN 15204 (2006). Qualité de l’eau – Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl). 39 pages.
Miossec L. (2013) Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013, 32 p.
Sieburth, J., Smetacek, V., Lenz, J. (1978). Pelagic ecosystem structure : heterotrophic compartments of the plankton and their relationship to plankton size fractions. Limnol. Oceanogr. 23 : 1256-1263.
Uthermöhl H. (1958). Zur vervolkommnung der quantitativen phytoplankton methodik. Mit. tint. ver theor. angew. Limnol. 9 : 1-38.
Van Heukelem L., Thomas C (2001). Computer-assisted high-performance liquid chromatography method development with applications to the isolation and analysis of phytoplankton pigments. Journal of chromatography A, 910, 31-49.
Wright, S.W., Jeffrey, S.W., Mantoura R.F.C., Lewellyn C.A., Bjornland T., Repeta D., Welschmeyer N.A. (1991). Improved HPLC method for the analysis of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton. Marine Ecology Progress Series 77 :183-296
Zapata, M, Rodríguez, F., Garrido J., (2000). Separation of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton : a new HPLC method using a reversed phase C8 column and pyridine-containing mobile phases. Marine Ecology Progress Series 195 : 29-45.

(1) Pour les eaux de transition de la Réunion, les méthodes d’échantillonnage sont identiques à celles utilisées pour les eaux « cours d’eau » de la Réunion.

3.1.2. Macro-algues (eaux côtières - façade Méditerranée)

3.1.2.1 Protocole d’échantillonnage pour la surveillance ponctuelle

Concerne les substrats durs en mésolittoral et limite supérieure de l’infralittoral.

Observations et relevés à partir d’un zodiac, positionné à 3 m du bord ; période d’observation mai-juin.

Méthode d’analyse

Géomorphologie et présence/absence et abondance des communautés littorales notées directement sur carte ou photos aériennes sur le linéaire côtier découpé en unités de 50 m de long.

Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014 – 13 p (sous presse) (nb de pages).
Thibaut T., Mannoni PA. 2007. Cartographie des paysages marins : encorbellements à Lithophyllum et faciès à cystoseires Site Natura 2000 FR 9301624 - Cap Lardier – Cap Taillat – Cap Camarat. Contrat GIS Posidonie & Observatoire Marin du Littoral des Maures, ECOMERS publ. Nice, 18 p.
Thibaut T., Mannoni P.A., Markovic L., Geoffroy K., Cottalorda J.M. 2008. Préfiguration du réseau macraolgues – Bassin Rhône Méditerranée
Corse – Application de la directive Cadre Eau - Rapport d’état écologique des masses d’eau. Contrat Agence de l’Eau RMC – Unsa : 38 p + Atlas cartographique.
Thibaut T. et L. Markovic (2009). Préfiguration du réseau macroalgues – Bassin Rhône Méditerranée. Corse – Application de la directive Cadre Eau -Rapport d’état écologique des masses d’eau – Ensemble du littoral rocheux continental français de Méditerranée. Contrat Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice – Sophia Antipolis, convention 2009 01 11, 31 pages.
Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2010). Préfiguration du réseau macroalgues – Bassin Rhône Méditerranée Corse – Application de la directive Cadre Eau -Rapport d’état écologique des masses d’eau – Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice – Sophia Antipolis, convention 2009 1431, 24 pages.
Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2011). Préfiguration du réseau macroalgues – Bassin Rhône Méditerranée Corse – Application de la directive Cadre Eau -Rapport d’état écologique des masses d’eau – Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice – Sophia Antipolis, convention 2011 011, 22 pages.

3.1.2.2 Protocole d’échantillonnage pour la surveillance surfacique

Acquisition et analyse de données sonar :
Le sonar est remorqué à une vitesse d’environ 5 nœuds et à une hauteur par rapport au fond comprise entre 3 et 10 mètres selon la fréquence (et donc la portée efficace maximale) choisie. Le levé s’effectue en bandes parallèles et dans l’axe des courbes bathymétriques de manière à travailler à une profondeur constante. Un recouvrement total des profils permet de réaliser une cartographie complète d’une zone. L’acquisition sonar latéral est particulièrement adaptée à la cartographie des zones de plaine, et en particulier des herbiers de Posidonie sur matte.

Exploitation des données sonar latéral :
L’exploitation des données acquises par le sonar latéral se fait à l’aide de d’un logiciel spécialisé (type SonarWiz) qui permet d’obtenir une mosaïque géoréférencée des bandes sonar. Cette mosaïque apparaît sous la forme d’une image en gradient de jaune, laissant apparaître les différents types de substrat (depuis les substrats denses, comme la roche, qui apparaissent en blanc aux substrats meubles, comme la vase, qui apparaissent en noir). L’interprétation des données sonar pour la pré-cartographie apporte de nombreuses informations mais soulève aussi quelques incertitudes. C’est pourquoi elle doit être couplée à une campagne de vérité terrain.

Acquisition et analyse de données de terrain
Méthodologie du « Transect plongeur audio » :
La technique du transect plongeur audio tracté permet la validation terrain de plusieurs milliers de points par un plongeur/biologiste le long de transects pouvant atteindre une vingtaine de kilomètre par jour d’acquisition. Le plongeur est tracté par le bateau à la bathymétrie voulue en fonction des zones à décrire. Il transmet ses observations en temps réel par audio communication (présence herbier, indice supposé de vitalité…) à l’opérateur qui peut suivre son parcours sur l’ordinateur relié au GPS. Il est équipé d’une planche de tractage qui lui permet de faire varier sa profondeur, d’un système de communication et d’un système de positionnement.

Positionnement des observations sous-marines :
En ce qui concerne les données acquises sous l’eau (transect plongeur audio, plongées ponctuelles), il convient d’utiliser un système de positionnement type USBL ( le Micronav de Tritech) qui permet de disposer de la position GPS sous l’eau.

Les informations sont traitées au fur et à mesure de l’acquisition (gain de temps) et le nombre de points renseignés permet de réaliser des extrapolations plus justes.

Références :
Impact des pressions anthropiques et de l’environnement sur les herbiers de Posidonia oceanica en Méditerranée française (Houngnandan, 2020).

3.1.3. Macro-algues de type bloom à ulves (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d’échantillonnage
Données collectées sur photos aériennes prises lors de 3 survols annuels en mai, juillet et septembre en période de vive-eau (coefficient supérieur à 75) ; appareil de type CESSNA ; altitude du vol entre 1 500 et 4 000 pieds ; survols suivis de contrôle terrain si échouages détectables avec récolte d’algues.

Méthode d’analyse
Intégration et géo-référencement des photos aériennes dans un SIG, digitalisation des dépôts d’algues et estimation visuelle du pourcentage de couverture algale dans ces dépôts ; évaluation des surfaces potentiellement colonisables sur carte IGN (1/25000e) et sur photos aériennes ; identification des espèces récoltées sous microscope.

Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 - 32 p.

3.1.4. Macro-algues de substrat dur intertidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique)

Protocole d’échantillonnage
Evaluation des surfaces couvertes et identification in situ d’espèces algales caractéristiques et opportunistes sur substrat rocheux de l’estran par coefficients de marée supérieurs à 95 entre mars et juillet ; l’analyse se fait dans 3x3 quadrats (n=9) positionnés de manière aléatoire dans chacune des ceintures identifiées de l’estran (2 ou 6 ceintures suivant les secteurs).

Méthode d’analyse
Déterminations algales à l’œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous loupe binoculaire) ; les superficies sont réalisées à l’oeil nu ou bien à l’aide d’un GPS et du logiciel ARGIS

Références
Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.5. Macro-algues de substrat dur subtidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique

Protocole d’échantillonnage
Identification qualitative et quantitative en plongée d’espèces algales caractéristiques et opportunistes et des invertébrés fixés, sur quadrats, dans l’infralittoral et le circalittoral côtier et à 3 profondeurs fixes entre mi-mars et mi-juillet.

Méthode d’analyse
Les déterminations algales se font à l’œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous microscope et loupe binoculaire) ; les comptages et mesures à différentes profondeurs (comprenant aussi les mesures des longueurs des stipes de Laminaria hyperborea et la surface moyenne des épibioses) sont également réalisés principalement in situ et ex situ lorsque cette espèce est présente en forte densité. De plus, un échantillonnage de la faune de l’infralittoral supérieur et du circalittoral côtier est réalisé.

Références
Derrien-Courtel S. et Le Gal A. – Protocole de surveillance DCE pour l’élément de qualité « Macroalgues subtidales » - second cycle de suivi (DCE-2). Rapport du Museum National d’Histoire Naturelle, station de Biologie Marine de Concarneau, janvier 2014.
Le Gal A. et Derrien-Courtel S. Quality Index of Subtidal Macroalgae (QISubMac), a suitable tool for ecological quality status assessment under the scope of European Water Framework Directive. Ecological indicators, 2015.
Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.6. Angiospermes (eaux côtières - façade Méditerranée)

Protocole d’échantillonnage
Prélèvements et observations réalisées en plongée, de préférence en avril ; relevés de la profondeur de la limite inférieure et de l’état dynamique (échelle qualitative) de l’herbier à cette profondeur ; à 15m, relevé du nombre de faisceaux dans des quadrats (0,16 m2 ; 20 quadrats) et prélèvements de faisceaux (n=20).

Méthode d’analyse
Biométrie des feuilles ; pesées des feuilles et des épibiontes des feuilles (poids sec).

Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.
Gobert S., S. Sartoretto, V. Rico-Raimondino, B. Andral, A. Chery, P. Lejeune et P. Boissery. 2009. Assessment of the ecologicol status of Mediterranean French coastal waters as required by the Water Framework Directive using the Posidonia oceanica Rapid Easy Index : PREI. Marine Pollution Bulletin, 58, 1727 – 1733.
Sartoretto S. 2008. Soutien méthodologique à la mise en œuvre de la Directive Cadre Eau (item : herbier de posidonie) – Validation du protocole de calcul de l’EQR (District Rhône et côtiers méditerranéens). RST/DOP/LER-PAC/08-01, 40 pages.

3.1.7. Angiospermes (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d’échantillonnage
Zostera noltii
L’échantillonnage est réalisé entre août et septembre, période de biomasses maximales. Les relevés de densité des zostères se font à partir d’une grille d’échantillonnage par estimation visuelle et prise de photos ; prélèvement de sédiment à l’aide d’un carottier ; prélèvement d’algues.

Zostera marina
Echantillonnage au printemps en Manche Atlantique et entre fin août et début septembre en Aquitaine ; relevé du type biosédimentaire ; comptage et prélèvement de pieds de zostères dans quadrats ; prélèvement de sédiment à l’aide d’un carottier ; prélèvement d’algues.

Si problème d’identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d’analyse
Zostera noltii
Evaluation semi-quantitative et visuelle du taux de recouvrement de Z. noltii confirmée par une analyse semiautomatique des photos à l’aide d’un logiciel ; pesées des macroalgues après séchage (poids sec) ; analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments (poids sec et poids de cendre).

Zostera marina
Si problème d’identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope.

Biométrie des échantillons de zostères prélevés ; étuvage des échantillons pour calcul de biomasse (poids sec et poids de cendre) ; biométrie des macroalgues ; pesée des épiphytes présents sur les feuilles ; évaluation en pourcentage du wasting disease.

Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 - 32 p.
Auby I., Dalloyau S., Fortune M. , Hily C., Oger-Jeanneret H. Plus M. , Sauriau P-G, Trut G., Protocole de suivi stationnel des herbiers à Zostères pour la Directive Cadre sur l’Eau (DCE) Zostera marina, Zostera noltii. Rapport Ifremer RST/LER/MPL/13.01, mars 2013.

3.1.8. Macroalgues et angiospermes (eaux de transition - façade Méditerranée)

Protocole d’échantillonnage
Prélèvements et observations réalisées en surface ou en plongée suivant la profondeur, au printemps, avant les mortalités estivales ; la trajectoire du plongeur se fait en cercle autour du bateau (surface environ 120 m2 ) ; relevés du taux de recouvrement végétal total, du taux de recouvrement relatif des espèces de référence et de la richesse spécifique ; relevé de la profondeur ; prélèvement de sédiment. Si problème d’identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d’analyse
Si problème d’identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).

Références
Laurence Miossec – Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.
Lauret M. , J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.

3.1.9 Angiospermes (masses d’eau côtières – Antilles)

Méthode d’échantillonnage et d’analyse pour la composition des herbiers :
Pour chaque herbier trois transects fixes (matérialisés et géoréférencés) de 50 m de long sont déroulés.

La méthode du LIT (Line Intersept) est appliquée afin de noter : La composition spécifique en phanérogames est exprimée en terme d’assemblage d’espèces comme décrit dans le tableau ci-après. Le pourcentage d’absence/présence de chaque assemblage ainsi que de chaque espèce sur le transect peut ainsi être calculé.

3 BELT de 1 m sont également réalisés le long des 3 transects.

Dans l’ensemble du couloir de 1 m, est comptabilisé le nombre :  Sont également notés : Méthode d’échantillonnage et d’analyse pour la couverture végétale :
3 quadrats de 50 x 50 cm sont positionnés sur chaque transect (3 transects) au niveau des marques 5, 25 et 45. Sont identifiés au sein de chaque quadrat : Méthode d’échantillonnage et analyse des sédiments :

Des prélèvements de sédiments sont réalisés sur 3 quadrats (un par transect), si possible au carottier, sur 5 cm de profondeur, pour la caractérisation du substrat : granulométrie laser et taux de matière organique.

Références :
(Source : Kerninon et Hily, 2015)

3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières et de transition - façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)

Protocole d’échantillonnage Méthode d’analyse
Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement et pesée (poids sec) ; les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l’abondance spécifique, la biomasse spécifique.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références
Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l’eau - Lignes directrices pour l’échantillonnage quantitatif et le traitement d’échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.

3.1.11. Invertébrés benthiques de substrat meuble ( eaux côtières - La Réunion)

Protocole d’échantillonnage Méthode d’analyse
Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est, l’abondance par taxon.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références
Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l’eau - Lignes directrices pour l’échantillonnage quantitatif et le traitement d’échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles. GT DCE Réunion « Benthos Substrats Meubles » (2017). Fascicule technique pour la mise en œuvre du réseau de contrôle de surveillance DCE « Benthos de Substrats Meubles » à La Réunion. RST-DOI/2017-10, 58 p. https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27913/57328.pdf.

3.1.12. Benthos récifal - pente externe (eaux côtières - La Réunion)

Protocole d’échantillonnage
L’échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d’échantillonnage sont mise en œuvre : Line Intercept Transect (3 x 20 m), Belt Transect (3 x 20 m x 4 m) et Quadrat (5 x 1 m2 ).

NB : Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l’indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires.

Méthode d’analyse
Les paramètres relevés en plongée et synthétisés au bureau sont pour les coraux dur : le recouvrement en corail vivant, le recouvrement en acropores branchus et tabulaires ; pour les algues le recouvrement en algues dressées et le recouvrement en algues calcaires ; pour les alcyonaires : le recouvrement.

NB : la liste complète des paramètres à relever pour faire évoluer l’indicateur sont pour les coraux : le recouvrement, les groupes fonctionnels, les taxons, les maladies et nécroses, le recrutement ; pour les algues : le recouvrement et les groupes fonctionnels ; pour les invertébrés : l’abondance.

Références
GT DCE Réunion « Benthos de substrats durs ». 2017. Fascicule technique pour la mise en œuvre du suivi « Benthos de substrats durs » du réseau de contrôle de surveillance DCE à La Réunion. Projet Bon Etat II, réactualisation de l’état des lieux du SDAGE Réunion et Assistance technique au Bassin La Réunion. RSTDOI/2017-05, 59 p.https://archimer.ifremer.fr/doc/00167/27806/50234.pdf.
Hill J. et Wilkinson C., 2004. Methods for Ecological Monitoring of Coral Reefs. Version 1. Livre 123p.

3.1.13. Benthos Récifal (eaux côtières - Antilles)

Protocole d’échantillonnage
Echantillonnage en plongée sur 6 transects pérennes de 10 m avec relevés de type « point intercept » (PIT). Identification de la nature du substrat et les taxons présents en un point sous le transect tous les 20 cm.

Méthode d’analyse
Echantillonnage de la composition et de l’abondance relative des peuplements coralliens et des autres organismes benthiques susceptibles d’être en compétition avec les coraux (algues et invertébrés sessiles). Reconnaissance au niveau du genre pour les macroalgues et les coraux. Les résultats permettent de calculer les indices « corail » et « macroalgues ». L’indice « corail » est le rapport « couverture corallienne vivante / substrat colonisable par les coraux ».

Références
Bouchon, C., Bouchon-Navaro, Y., Louis, M. , 2004. Critère d’évaluation de la dégradation des communautés coralliennes dans la région Caraïbe. Revue d’Ecologie (la Terre et la Vie), 59 (1-2) : 113-121.
Impact Mer, Pareto, Equilibre, 2010. Directive Cadre sur l’eau : Suivi des stations des réseaux de référence et de surveillance des Masses d’Eau côtières et de Transition au titre de l’année 2009. - Volet Biologie. Rapport de synthèse : Réseau de surveillance. Rapport pour : DIREN Martinique, 166 (annexes inclues) pp. 3.
Allenou Jean-Pierre, SECHAUD Amélie (Ifremer-RBE-BIODIENV), 2021. Règles de traitement pour les évaluations DCE Communautés benthiques coralliennes pour les Antilles. Période 2014-2019.

3.1.14. Poissons (eaux de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d’échantillonnage
Echantillonnage au chalut à perche, de taille adaptée à celle de l’estuaire : Le secteur d’étude est situé dans la partie tidale des estuaires. La répartition des zones d’échantillonnage dans l’estuaire devra être représentative de ceux-ci.

Pour les estuaires présentant 3 zones halines : à l’intérieur de chaque MET, répartition des traits de chalut à perche, au sein de la zone la plus aval, de la zone médiane et de la zone plus amont, de manière à échantillonner les trois secteurs de salinité différente de manière homogène, avec un minimum de 8 traits au sein de chaque zone haline.

Pour les estuaires ne présentant pas les 3 zones halines : échantillonnage selon une répartition géographique de ses zones halines, en intégrant la majeure partie de ses habitats essentiels.

Pour les masses d’eau ne présentant qu’une seule zone haline, un minimum de 12 traits sera effectué.

Des variables environnementales sont aussi relevées (température, salinité, conductivité, oxygène dissous au fond). Une norme AFNOR décrivant l’échantillonnage des poissons en estuaire à l’aide de chalut à perche est disponible.

Méthode d’analyse
Les captures de chaque trait de chalut sont traitées autant que possible à bord : identifications, mesures, pesées.

Pour les très petits individus et les juvéniles, une conservation en vue d’un examen au laboratoire peut être nécessaire (glace ou possibilités de réfrigération, si besoin éviter le formol et préférer l’alcool). En cas d’effectif supérieur à 30 individus, pour une espèce dans un trait, seul un échantillon (30 poissons pris au hasard) représentatif des tailles de l’ensemble du trait, est mesuré ; les individus surnuméraires étant uniquement comptés pour obtenir l’effectif global. En cas de très gros échantillon, un sous-échantillonnage est réalisé pour estimer l’effectif total de l’échantillon ; Références 3.1.15. Poissons (eaux de transition - Guyane)

Protocole d’échantillonnage
Echantillonnage au chalut à perche :
La répartition des zones d’échantillonnage dans l’estuaire sera représentative de celui-ci. On s’attachera à répartir les traits de chalut à perche entre la zone la plus aval, une zone médiane et une zone plus amont, à l’intérieur de chaque masse d’eau de transition, de manière à obtenir une bonne distribution géographique des traits et à couvrir, le cas échéant, tous les secteurs de salinité présents soit les secteurs polyhalin, mésohalin et oligohalin.

Même si la masse d’eau de transition ne couvre pas les 3 zones de salinité évoquées ci-dessus, on s’attachera à l’échantillonner selon une répartition couvrant l’essentiel de sa superficie et de ses zones halines, ainsi que la majeure partie de ses habitats échantillonnables.

Le choix des stations est laissé à l’appréciation de l’équipe d’échantillonnage, tout en respectant les impératifs suivants : Données complémentaires

Avant et pendant chaque trait : Après chaque trait : La norme AFNOR NF T90-701 sur l’échantillonnage au chalut à perche des communautés de poissons dans les estuaires, et appliquée à tous les estuaires de la façade Manche Atlantique est disponible.

Méthode d’analyse
Les captures de chaque trait de chalut sont traitées autant que possible à bord : identifications, mesures, pesées. Pour les très petits individus et les juvéniles, une conservation en vue d’un examen au laboratoire peut être nécessaire (glace ou possibilités de réfrigération, si besoin éviter le formol et préférer l’alcool). Références
Lepage, M. , Girardin, M. , & Bouju, V. (2008). Inventaire Poisson dans les eaux de transition. Mise à jour du protocole d’échantillonnage de la façade Atlantique et Manche. Procédure EPBX_801_3. Cemagref - groupement de Bordeaux.
AFNOR. (2021). NF T90-701 - Qualité de l’eau - Echantillonnage au chalut à perche des communautés de poissons dans les estuaires. AFNOR/T95F (16 p.).

3.2. Eléments physico-chimiques en eaux littorales

3.2.1. Température, salinité, transparence, oxygène dissous

Protocole d’échantillonnage
Les paramètres mesurés, de préférence in situ, en sub-surface (0-1 m) sont la température, la salinité, la turbidité. Les paramètres mesurés au fond de la colonne d’eau sont l’oxygène, la température et la salinité. Lorsque le matériel le permet, il est souhaitable d’effectuer un profil de ces trois paramètres sur l’ensemble de la colonne d’eau.

Méthode d’analyse
Les mesures de température, salinité, turbidité et de l’oxygène sont effectuées in situ à l’aide de sondes (Daniel, 2009). Les mesures de salinité et de turbidité peuvent être toutefois effectuées sur échantillon au laboratoire dans des délais acceptables (Aminot et Kérouel, 2004).

Les sondes doivent faire l’objet d’opérations rigoureuses de métrologie (contrôle, vérification, étalonnage). Les capteurs de turbidité doivent être conformes aux spécifications de la norme NF EN ISO 7027-1 Août 2016 : Qualité de l’eau - Détermination de la turbidité - Partie 1 : méthodes quantitatives.

Références
Aminot A. et Kérouel R., 2004. Hydrologie des écosystèmes marins - Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin (http://envlit.ifremer.fr/var/envlit/storage/documents/dossiers/prelevementhydro/presentation.html). 

3.2.2. Nutriments

Protocole d’échantillonnage
Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et : Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à l’aide d’une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009).

Méthode d’analyse
Les nutriments inorganiques dissous (ammonium, nitrate, nitrite, orthophosphate, orthosilicate) et les nutriments dissous totaux (azote total dissous et phosphore total dissous) sont dosés de préférence en flux continu selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2007) ou de façon « manuelle » selon les méthodes décrites par Aminot et Kérouel (2004). Ces méthodes ont fait l’objet de fiches méthodes AQUAREF (http://www.aquaref.fr).

Références
Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins - Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p.
Aminot A. et Kérouel R. (2007). Dosage automatique des nutriments dans les eaux marines : méthodes en flux continu. Ed. Ifremer, 188 p.
Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin. (http://envlit.ifremer.fr/var/envlit/storage/documents/dossiers/prelevementhydro/presentation.html).

3.2.3. Micropolluants

Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire.
Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l’eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l’exception des métaux mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l’eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent. Pour la matrice sédiment, la fraction à considérer est la fraction de particules inférieure à 2 mm.

3.3. Eléments hydromorphologiques pour les eaux littorales métropole et outre-mer

3.3.1. Hydromorphologie (hors bassin Rhône Méditerranée Corse)

La surveillance hydromorphologique pour les eaux littorales se focalise sur le suivi des pressions anthropiques. 
Métrique Perturbation Pressions considérées Données
Métrique 1 Perte d'habitats (surfaces gagnées sur la mer) Poldérisation, ouvrages portuaires, ouvrages, terres gagnées sur la mer Surfaces gagnées sur la mer (emprise surfacique des ouvrages, polder …)
Métrique 2_bis Modification des échanges sédimentaires à la côte Ouvrages de protection, ports, rechargement de plage… Base de données sur les ouvrages côtiers
Métrique 4 et Métriques 4_bis Perturbation du fond (hors ouvrages côtiers) Extraction de matériaux, dragage, clapage, conchyliculture, (pêche au chalut) BdD surfaciques : Cadastres conchylicoles

Extraction de granulats marins

Immersions de matériaux de dragage

Surface d'estran

Métrique 5 Modification des apports d'eaux douces et de sédiments Prélèvement d'eau, rejets, apport sédimentaire Données SYRAH_CE
 

Cette méthode est en cours de consolidation.

Références
Brivois O, (2021) Hydromorphological assessment and monitoring methodologies in coastal and transitional waters (5, p.30). Brivois O, Vinchon C, (2012) Mise en place de la surveillance hydromorphologique de la DCE dans les masses d’eau côtières métropolitaines.

3.3.2. Hydromorphologie bassin Rhône Méditerranée Corse

La surveillance hydromorphologique pour les eaux littorales sur le bassin Rhône Méditerranée Corse se focalise sur le suivi des pressions anthropiques et un inventaire exhaustif : Source Légifrance